HERALD HYDROBIOLOGY

Ученые труды А.И.Набережного

Культивирование коловраток и мелких ветвистоусых ракообразных

Некоторые вопросы интенсификации процесса культивирования коловраток и мелких ветвистоусых ракообразных
Проблема поиска и совершенствования технологической схемы культивирования мелких беспозвоночных, как «стартового» корма для подращивания личинок рыб, несмотря на определенные успехи, не теряет своей актуальности в связи с дальнейшим развитием рыбоводства и переходом на индустриальные методы выращивания рыбы. Подтверждением может служить тот факт, что использование имевшихся разработок по культивированию коловраток и мелких ветвистоусых в производственных масштабах оказалось малоэффективным. В настоящее время трудно назвать рыбоводный завод или специализированный цех по воспроизводству рыб, где было бы организовано промышленное подращивание личинок рыб на культивируемых мелких ракообразных и коловратках.
Не разработана и рецептура искусственных кормов для личинок рыб на первых этапах их постембрионального развития. Попытки же замены живых кормов водородными бактериями, белково-витаминным концентратом и другими кормосмесямн не дали положительных результатов (Баранова, Галкина, Сахаров, 1979; Дементьев, 1979; Кражан и др. 1979). Рискован метод отлова зоопланктона для кормления личинок рыб непосредственно из водоемов. Как справедливо отмечают Л. Я. Алдакимова, Н. Х. Идрисова, Е. И. Аксенова (1979), он не обеспечивает стабильного количества коловраток и мелких ветвистоусых, а в периоды массового развития хищных форм веслоногих может нанести ощутимый вред подращиванию личинок.
Поэтому метод искусственного культивирования беспозвоночных, в частности коловраток и мелких ветвистоуснх ракообразных, остается более надежным и перспективным, особенно в условиях раннего получения личинок. В этом плане, наряду с дальнейшими изысканиями эффективных способов культивирования, предстоит решить ряд организационных вопросов, в первую очередь подготовки квалифицированных кадров.
Проведенные вами исследования были направлены на совершенствование технологической схемы культивирования коловратки Brachionus rubens и ветвистоусого рачка Moina mасгосора. Они наиболее перспективны для промышленного культивирования и скармливания личинкам рыб в первые 12-15 дней жизни последних. Предусматривался поиск новых субстратов и кормовых смесей с целью повышения трофической обеспеченности выращиваемых гидробионтов и оптимизации технологической схемы культивирования брахионуса и моины.

Общие сведения об объектах культивирования
Moina mасгосора Straus (Crustacea, Cladoсera).
Широко paспространенный вид, живет во всех зоогеографических областях. В Молдавии встречается почти повсеместно, однако массового развития достигает в прудах и мелких временных водоемах, особенно если они сильно загрязнены органикой, устойчив к изменению содержания кислорода в воде и степени ее минерализации. О толерантности к повышенному загрязнению свидетельствует массовое развитие в городских очистных сооружениях. В частности, в аэротенках очистных сооружений г. Тирасполя, по нашим наблюдениям, численность Mоina macrocoра достигала 36,0 млн./м³, биомасса — 2,1 кг. Уcтойчив к колебаниям температуры в диапазоне 5-30°. Полная гибель наступает при 41-43° (Аскеров, 1960)..
Характеризуется биологическими особенностями, ценными для массового культивирования. Это один из наиболее быстрорастущих видов ветвистоусых ракообразных, обладающих коротким жизненным циклом и способностью существовать при большой плотности. В естественных условиях самки откладывают до 64 яиц, срок развития которых при температуре 30-35° составляет 1,4-2, а при 20° — 4,8 суток. Достигает половой зрелости при температуре 26,5-28,0° на 2,5-3 сутки. Максимальная продолжительность жизни — 2 месяца. В этот период самки многократно дают пометы, насчитывающие до 30 эмбрионов, с интервалом 2-3 дня.
Питается дрожжами, бактериофлорой и мелкими микроводорослями. Длина самки примерно 1 мм.
Brachionus rubens Еhrenberg (Rotatoria).
Распространен повсеместно в умеренных и южных широтах, часто встречается в массе.
Свободноживущий организм, но только в сильно эвтрофированных водоемах, комменсал на поверхности тела ветвистоусых, что подтвердили проведенные нами опыты с Moina mасгосора (на теле одной моины поселялись до 60 особей брахионуса). В таких случаях у рачков снижается подвижность и полностью прекращается размножение. Поэтому при культивировании моины следует принимать меры, предупреждающие попадание брахионуса в культиваторы.
Брахионус принадлежит к числу наиболее перспективных для массового разведения коловраток. Устойчив к дефициту кислорода в воде, ее органическому загрязнению, к большим колебаниям температуры (оптимум — 25-28°). Обладает высокой скоростью воспроизводства. По данным наших наблюдений, прирост численности от 5 экз. брахионуса в течении 10 дней при температуре 26°С составил в среднем 245 экз. (максимум 295, минимум 199). Продолжительность жизни температуре воды 21-24° — 4-7 дней. За это время самкн откладывают 11-27 яиц.
Активный фильтратор, питается бактериями и мелким фитопланктоном. Длина панциря 154-275, ширина — 110-203 мк.

Поиск новых субстратов и кормовых смесей
Одним из ведущих факторов, определяющих успех культивирования брахионуса и моины, является полное удовлетворение их пищевых потребностей бактериофлорой и микроводорослями, а также обеспечение других благоприятных условий обитания.
До последнего времени для стимуляции развития бактериофлоры в культуральной среде широко использовали кормовые (гидролизные) дрожжи. Однако, как показывает опыт, применение их даже в высоких дозах малоэффективно и нерентабельно. В связи с этим, одной из первоочередных задач наших исследований был поиск новых субстратов и кормовых смесей и выяснение их оптимального соотношения. Проверяли эффективность использования кормовых дрожжей, обогащенных 6% лизином, глютена кукурузного сухого, сухих каротиноидных дрожжей, кукурузного экстракта в хлореллы. Все они, за исключением хлореллы, — хорошие стимуляторы развития бактериофлоры в культуральной среде. Не исключена возможность регенерации части клеток дрожжей, которые могли быть использованы непосредственно в питании культивируемыми гидробионтами.
Используемый кукурузный экстракт содержит примерно 40% действующего вещества. В глютене кукурузном сухом примерно 50% протеина, биологическая ценность которого по индексу незаменимых кислот теоретически составляет 57% (Горбатенький, Коварский, Бодрова 1979).
Проблема добавок хлореллы и других видов протококковых водорослей в рацион культивируемых видов коловраток и ветвистоусых не нова. Известно, что еще Н. С. Гаевская (1941) на примере дафний, убедительно показала эффективность протококковых водорослей в качестве добавок к бактериально-дрожжевой смеси. Это подтвердилось исследованиями, проводившимися в последние годы на других видах беспозвоночных. Тем не менее нормативы оптимальной концентрации хлореллы в культуральной среде на различных этапах культивирования того или иного вида безпозвоночных отсутствуют. Произвольное применение повышенных концентраций хлореллы может привести к перенасыщению культуральной среды кислородом и гибели рачков вод влиянием токсичности продуктов ее жизнедеятельности. В этом отношении особенно опасны стареющие культуры хлореллы, выделяющие антибиотик хлораллин, подавляющий не только развитие дафнии, но развитие самой хлореллы. Дафнии на таких культурах растут медленно, живут всего 11-13 дней и погибают, не достигнув половозрлости. (Богатова, 1971; Антипчук, Кражан, Литвинова, Мущак, 1979).Установлено также, что не все виды и штаммы хлореллы пригодны для скармливания беспозвоночным.
Мы использовали культуры местного штамма Chlorella vulgaris, биотехника культивирования которого разработана в лаборатории экологии водных беспозвоночных Института зоологии и физиологии АН МССР.
Первоначально проверяли эффективность следующих кормовых смесей (пищевых субстратов): кормовые дрожжи (25%) + глютен (75%) + хлорелла; кормовые дрожжи (60%) + глютен (20%) + биокомплекс (20%) + хлорелла; кормовые дрожжи (80%) + глютен (20%) + хлорелла; кормовые дрожжи (100%) + хлорелла.
Один вариант опыта проводили на чистой культуре хлореллы, другой — на глютене. Контролем служили те же кормосмеси, но 6eз примеси хлореллы. За критерии полноценности кормовых смесей принимали продолжительность жизни Daphnia magna и Ceriodaphnia affiniа, сроки достижения ими половозрелости, количество выводков в течении жизни и общую плодовитость. Рачков кормили из расчета 10 мг/ кормосмеси и 1,2-2,0 млн.кл/мл хлореллы.
Проведенный опыт позволил выделить как наиболее полноценную кормосмесь № 2. В этом отношении показательны данные, приведении в табл.1. Аналогичное подтвердилось и в опытах с цериодафнией. Заслуживает внимания вариант, в котором дафний содержали на смеси кормовых дрожжей с хлореллой. По всем принятым показателям они практически не уступали особям предыдущего варианта. Это позволило нам использовать данную смесь в дальнейшей работе.

Таблица 1

Эффективность использования различных кормосмесей

Вариант продолжи-
тельность
жизни,дн.
кол-во
выводков,
шт.
общая
плодови —
тость
Daphnia magna
опыт Смесь №1+хлорелла 51 16 864
Смесь №2+хлорелла 55 17 1007
Смесь №3+хлорелла 49 15 875
Кормовые дрожжи +
хлорелла
51 16 958
контроль Хлорелла 55 16 757
Глютен 26 10 116
Смесь №1+хлорелла 40 7 238
Смесь №2+хлорелла 26 9 202
Смесь №3+хлорелла 34 9 240
Кормовые дрожжи 33 6 233
Ceriodaphnia affinis
опыт Смесь №1+хлорелла 19 8 78
Смесь №2+хлорелла 23 8 89
Смесь №3+хлорелла 14 5 44
Кормовые дрожжи +
хлорелла
19 7 73
контроль Хлорелла 16 4 25
Смесь №1 27 9 48
Смесь №2 26 9 61
Кормовые дрожжи 27 10 60

Насколько существенна роль хлореллы при культивировании ветвистоусых видно из результатов контрольных вариантов. При использовании всех трех смесей, без примеси хлореллы, продолжительность жизни дафний, количество выводков и общая их плодовитость заметно уступали таковым в вариантах. Более высокие показатели получены в варианте с кормлением дафний чистой культурой хлореллы. Не oправдало себя кормление дафний и одними дрожжами (табл. 1). Эти результаты подтвердились в опытах с мойной и брахионусом. Например, прирост общей численности моины при кормлении одними дрожками был в 8,4, а брахионуса — в 22 раза ниже, чем в варианте кормления гидролизными дрожжами с примесью хлореллы. В обоих случаях дрожжи вносили из расчета 10 мг/л, а хлореллу — 1,5-2,0 млн.кл/мл. Близкие результаты дало использование одних каратиноидных дрожжей для культивирования моины (табл.2). В этом случае ее суммарная биомасса была в 4,5 раза ниже, чем в условиях кормления каратиноидными дрожжами (5 мг/л) и хлореллой (1,5-2,0 млн. кл/мл).

Таблица 2

Выход биомассы моины в опытах с катариноидными дрожжами, г/м³

дни
съема
Каратиноидные
дрожжи
Каратиноидные
дрожжи +
хлорелла
1 44,0 100,0
2 22,0 122,5
3 30,0 77,5
4 10,0 60,0
5 20,0 100,0
6 12,5 50,0
7 9,0 55,0
8 9,0 55,0
9 5,0 40,0
10 13,3 116,6

Помимо всего, с хлореллой в культиваторы вносится масса микроорганизмов (до 650 млн.кл/мл) (Пименова, Максимова, Балицкая, 1962), что также положительно отражается на трофической обеспеченности культивируемого объекта.
Предпринимали попытки выяснить действие каждого из компонентов предложенных стимуляторов на рост микрофлоры. Количественный ее учет проводили в водных эмульсиях до внесения их в культиваторы, а также непосредственно в культуральной среде в период культивирования моины.
Для приготовления водной эмульсии дневную дозу стимулятора, рассчитанную на весь объем культиватора (40 л), разбавляли в 100 мл воды и выдерживали 22-24 ч.
Установлено, что в водных эмульсиях, приготовленных из гидролизных дрожжей из расчета 10-12 мг/л, общее число бактерий, через 24-26 часов составляло в среднем 0,6 млн.кл/мл. Не менее эффективными стимуляторами оказались кукурузный экстракт и каратиноидные дрожжи, несмотря на то, что дозировки каждого из них были в 2 раза ниже. Например, в водных эмульсиях кукурузного экстракта, приготовленных из расчета 5 мг/л численность бактерий достигала 0,5, а каратиноидных дрожжей (5 мг/л) — 0,4 млн.кл/мл. Внесение их в культуральную среду позволяло поддерживать трофическую обеспеченность брахионуса и моины на достаточно высоком уровне. Например, уже в 1-й день культивирования моины после внесения кормосмеси в культиваторы общее число бактерий составляло 116,8-119,7 млн. кл/мл. На 7-й день ее культивирования численность их примерно удвоилась (206,1-290,4 млн.кл/мл). Такой же уровень развития бактериофлоры (в среднем 223,7 млн.) сохранился и на 11-й день опыта несмотря на то, что общая биомасса моины к этому времени увеличилась в 13,6 раза.
Мы не проводили учета бактериофлоры в опытах по культивированию брахионуса, предполагая, что количественный уровень его развития не должен сильно отличаться от вышеприведенного. На основании полученных результатов установлено, что для стимуляции роста бактериофлоры при культивировании брахионуса и моины наиболее рационально использовать смеси из кормовых (гидролизных) дрожжей, обогащенных 6%-ным лизином, из расчета 10 мг/л, кукурузного экстракта — 5 мг/л, каратиноидных дрожжей — 5 мг/л и хлореллы — 1,5-2,0 млн.кл/мл. Каждый компонент необходимо замачивать за 20-24 часа до внесения в культиваторы, хлореллу добавлять ежедневно в свежем виде.

Оптимизация технологической схемы
Получение маточных культур.
Маточные культуры моины и брахионуса наиболее целесообразно готовить раздельно. Мы применяли высушенные покоящиеся яйца обоих видов, заготовленные заблаговременно. Как показал опыт, эфиппии или покоящиеся яйца после высушивания при температуре 35-40° сохраняют жизнеспособность минимум 2 года. Это позволяет работать с одним и тем же клоном, воспитанным в условиях предложенной нами схемы культивирования.
Необходимо уделять особое внимание заготовке покоящихся яиц ветвистоуснх рачков и коловраток в специализированных цехах по их культивированию, как исходному материалу для проведения последующих работ. Для этих целей в сосудах объемом не менее 3-5 л (можно и в 50-60-литровых аквариумах) создают насыщенную чистую культуру коловратки или рачка. Когда популяция достигает высокой плотности, резко ухудшают условия содержания (прекращают кормление, снижают температуру среды), что приводит в последующие 2-3 дня к образованию эфиппий у ветвистоуснх и амиктических самок у коловраток. Осадок фильтруют (каждый вид в отдельности) через густую ткань, затем переносят в чашку Петри, где раскладывают тонким слоем и высушивают при температуре 35-40°. Фильтрат помещают в бюксы, этикетируют и хранят в сухом виде.
Для получения исходной культуры того или иного вида, небольшое количество покоящихся яиц (5-10 мг) вносят в стаканы с водой объемом 50 мл, которые помещаются в сушильный шкаф с температурой 24-26°С. Период развития яиц обоих видов — примерно 3-4 дня. За день до выклева молоди, для удовлетворения ее пищевых потребностей, в стаканы вносят культуру хлореллы из расчета 2-2,5 млн.кл/мл. Молодь рассаживают первоначально в небольшие сосуды (100-150 мл), а по мере роста численности, в зависимости от потребностей цеха в маточной культуре, переносят в большие емкости. Исходный материал для приготовления маточной культуры можно получить и путем отлова в прудах, водохранилищах и других водоемах. Наиболее рационально использовать воду из естественного водоема. Она должна отвечать
санитарно-гидрохимическим требованиям. Для освобождения воды oт простейших, мелких коловраток и их яиц, проходящих через самую густую ткань, целесообразно предварительно ее подогреть до 55-60°, а затем охладить до необходимого уровня. Таким образом обеспечивается сохранение маточных культур в относительно чистой среде не менее 5-7 дней, т.е. периода достижение предельной концентрации.
Чем выше начальная плотность гидробионта при подготовке маточной культуры, тем меньше время ее созревания. Это позволяет готовить маточные культуры в предельно сжатые сроки. Концентрация моины к концу подготовки должна достигнуть 7-8, брахионуса — 120-130 экз./мл.
Растянутый период приготовления маточных культур приводят к неизбежному их засорению мелкими простейшими (циклидиум, еуплотес и стилонихия)и коловратками (ротария, лепаделла, лекане), которые обостряют пищевую конкуренцию и загрязняют культуральную среду продуктами метаболизма. Все это приводит к угнетению маточной культуры основных объектов, снижению их плодовитости, появлению самцов, эфиппиальных самок моины и амиктических — брахионуса, а в итоге к потере культуры.
В процессе подготовки маточных культур, в целях равномерной обеспеченности пищевых потребностей культивируемых гидробионтов, суточную норму корма вносили в культиваторы в 4 приема с б до 23 ч.

Режим температуры и кормления.
Одним на первостепенных условий, обеспечивающих успешное культивирование брахионуса и моины, является температура культуральной среды. В руководствах по разведению коловраток и ветвистоусых ракообразных оптимальной считается 24-26°С. Учитывая высокую толерантность Вгасhionus и Moina mасгосора к температуре среды обитания, мы работали в диапазоне 26-28,0°C. Экспериментальные данные и опытно-производственная проверка показали, что такие температурные пределы обеспечивали наиболее высокий прирост биомассы обоих видов гидробионтов, поэтому мы предлагаем включить их в технологическую oxei культивирования брахионуса и моины.
Естественно, что более интенсивный прирост биомассы брахионуса я моины, происходящий о повышением температуры в культиватоpax на 1,5-2,0°, потребовал внести некоторые коррективы в режим их кормления. К сожалению, этому важному вопросу до последнего времени не уделялось должного внимания. Показательны в этом отношении приведенные в литературе примеры кормления культивируемых гидробионтов от одного раза в 4-5 дней до 12 раз в сутки.
Мы практиковали кормление моины и брахионуса в 4 приема (6.30-7.00, 11.30-12.00, 17.30-18.00, 20.00-22.30). Благодаря этому трофические потребности культивируемого объекта удовлетворялись течение суток равномерно, что в целом положительно отразилось на результатах культивирования. При автоматизации процесса кормление следует проводить 6 раз в интервале от 6.00-24.00, т.е. каждые 4 часа.
В связи с большой насыщенностью культуральной среды органикой обязательным условием культивирования является многократная ее аэрация (15-20 мин. каждые 3 ч) распылением струи воздуха по дну культиватора. Это способствует не только обогащению культуральной среды кислородом, но и ее перемешиванию. Технически аэрация культиваторов может осуществляться по-разному. Мы пользовались аквариальным микрокомпрессором BK-I, вполне обеспечивавшим аэрацию 0,5 м3 среды.
Продолжительность процесса культивирования при разовой зарядке культиваторов брахионусом или моиной не должна превышать 14-16 дней (5-6 дней — накопительный период и 9-10 — ежедневные съемы продукции). Более длительное время содержать культуры нерационально. Подобно маточным культурам они засоряются, иногда в массе, мелкими простейшими и коловратками, несмотря на самое тщательное фильтрование воды. Для частичного удаления их и продуктов метаболизма, накапливающихся в избытке в культуральной среде, целесообразно практиковать замену одной трети объема культиваторов свежей средой во время каждого третьего съема биомассы. Заряжать культиваторы маточными культурами следует с таким расчетом, чтобы на накопительный период затрачивался минимум времени. Мы исходили из расчета не менее 20-25 г/м³ брахионуса и 60-70 г/м³ моины.
За двое суток до внесения маточной культуры, культиватора заливали отстоянной и процеженной через шелковый газ (№68) водой, что предотвращало попадание в культиваторы крупных гидробионтов. В это жe время подавали кормовую смесь, ко дню внесения маточной культуры создававшую благоприятные трофические условия. Хлореллу вводили в культиваторы зa день до маточной культуры. Если поддерживать в них условия, соответствующие параметру предлагаемой схемы культивирования, период достижения максимального уровня развития и брахионуса, и моины можно сократить до 5-6 дней.
Вышеописанные кормовые смеси и технологические приемы культивирования брахионуса и моины испытывали как в лабораторных опытах, так и в полупроизводственных условиях.
Опыты проводили в 40-60-литровых аквариумах на отстоянной водопроводной воде. Маточную культуру, моины интродуцировали из расчета 32,0-44,6 г/м³ (табл.3), брахионуса — 18,0-20,0 г/м³ (табл.4). Температуру культуральной среды поддерживали в пределах 26,0-28,0 С. Барботаж культуры — непрерывный. Кормление — 3 раза в день. Биомассу брахионуса в культиваторах устанавливали расчетным путем, перемножая вес одной особи (0,002 мг) на количество особей в oдном миллилитре. Таким же способом рассчитывали биомассу моины.
Вес (V) разноразмерных групп определяли по уравнению, приведенному Н. М. Крючковой, В. Г. Кондратюк (1961), Л. А. Лебедевой (1968), (а = 0,0081; b = 3,0; l — длина тела, мм).

Биомассу моины определяли также непосредственным взвешиванием фильтрата после доведения его до условно сырого состояния.

Таблица 3

Динамика биомассы моины в различных условиях культивирования

Параметры культивирования варианты кормосмеси
I II III
Температура °C 26-28 26-28 26-28
Биомасса маточной культуры при зарядке культиваторов, г/м³ 32,0 44,6 37,6
Время накопительного периода культуры, дни 7 4 5
Величины биомассы рачка в культиваторах в дни ее съема, г/м³ 1 420,0 365,0 377,0
2 408,5 315,0 341,0
3 375,0 247,0 298,0
4 362,0 272,0 287,0
5 343,0 237,0 265,0
6 320,0 292,0 343,0
7 328,0 218,0 275,0
8 315,0 235,0 238,0
9 227,0 261,0
Среднесуточная биомасса, г/м³ 358,9 267,5 298,3
Среднесуточный прирост биомассы, % от общей величины 46,1 41,6 41,7

Примечание: I — гидролизные дрожжи — 10 мг/л; каротиновые дрожжи — 5 мг/л; кукурузный экстракт — 5 мг/л; хлорелла — 2,0 млн.кл/мл; II — гидролизные дрожжи — 10 мг/л; кукурузный экстракт — 10 мг/л; хлорелла — 1,5-2,0 млн.кл/мл; III — гидролизные дрожжи — 10 мг/л; кукурузный экстракт — 20 мг/л; хлорелла — 1,5-2,0 млн.кл/мл.

Как видно из данных табл.3, более высокие показатели биомассы (в среднем 358,9 г/м3) получены в варианте, где в качестве кормовых субстратов использовали все три компонента предлагаемой кормосмеси. При этом следует учесть, что исходное состояние культуры в данной варианте было заметно ниже, чем в остальных двух, чем, по-видимому, объясняется и более продолжительный накопительный период культуры до достижения стационарной фазы. Однако, более удовлетворительная трофическая обеспеченность культуры способствовала более высокому темпу прироста продукции, равному в этой серии опытов в среднем 46,1% от общей биомассы моины, при максимуме 49,4 и минимуме 37,7%.
Во втором варианте опытов из состава кормосмеси были изъяты каратиноидные дрожжи, которые компенсировали повышением концентрации кукурузного экстракта до 10 мг/л. Кроме того, биомасса маточной культуры моины при зарядке культиваторов составляла 44,6 г/м³. Несмотря на это, среднесуточная биомасса равнялась всего 367,5г/м³, что примерно в 1,3 раза ниже, чем в предыдущем варианте.
В третьем варианте увеличили концентрацию кукурузного экстракта до 20 мг/л, но уменьшили вес маточной культуры при зарядке культиваторов до 37,5 г/м³. В результате среднесуточная биомасса моины повысилась до 298,3 г/м³.

 

Таблица 4

Динамика биомассы брахионуса в различных условиях культивирования

Параметры культивирования варианты кормосмеси
I II
Температура °C 26-28 26-28
Биомасса маточной культуры при зарядке культиваторов, г/м³ 18,0 20,0
Время накопительного периода культуры, дни 5 5
Величины биомассы брахионуса в культиваторах в дни ее съема, г/м³ 1 220,0 204,0
2 222,0 236,0
3 202,0 186,0
4 192,0 116,0
5 180,0 102,0
6 186,7 100,0
7 168,4
8 168,5
Среднесуточная биомасса, г/м³ 192,0 157,0
Среднесуточный прирост биомассы, % от общей биомассы 44,6 36,6

Примечание: I — гидролизные дрожжи — 10 мг/л; кукурузный экстракт — 5 мг/л; каратиновые дрожжи — 5 мг/л; хлорелла — 1,5-2,0 млн.кл/мл; II — гидролизные дрожжи — 10 мг/л; кукурузный экстракт — 20 мг/л; хлорелла — 1,5-2,0 млн.кл/мл.

 

В опытах с брахионусом получены сходные результаты. Как видно из табл.4, более высокая биомасса (в среднем 192,0 г/м³) также была зарегистрирована при использовании всех 4 компонентов предложенной кормосмеси. И в данном случае исходная биомасса маточной культуры была ниже (18 г/м³), чем во втором варианте опыта. По-видимому повышенная трофическая обеспеченность брахионуса и обусловила более интенсивный темп продуцирования, составивший в среднем 44,6% от общей биомассы. В условиях более высокой исходной биомассы брахионуса (20 г/м³), но в отсутствии каратиноидных дрожжей, темп продуцирования биомассы снизился в среднем за сутки до 36,6% от общей биомассы, что не могло не oтразиться и на величинах биомассы в целом.
В 1978 г., например, величины биомассы брахионуса лишь в конце культивирования возросли до 125-135 г/м³. В первые же 7 дней стационарной фазы они не превышали 75,0 г/м³ (рис.1).

Рис. 1. Динамика биомассы Brachionus rubuns в культиваторах в дни съема. 1 — 1978 г.; 2 — 1979 г.; 3 — 1980 г.

В следующем 1979 г. среднесуточная биомасса 6paxuонуса в культиваторах повысилась по сравнению с 1978 г. в 1,8 раза, равняясь 132,0 г/м³, а ее динамика в период стационарной фазы изменялась в небольших пределах. В 1980 г. среднесуточная биомасса брахионуса достигла 157,0 г/м³. В динамике наблюдался неуклонный спад с 220-240 г/м³ в первые дни стационарной фазы до 170 г/м³ к концу ее.
Примерно аналогичная картина наблюдалась и при испытании схемы с моиной (рис. 2).


Рис.2. Динамика биомассы Moina macrocopa в культиваторах в дни съема. 1 — 1978 г.; 2 — 1979 г.; 3 — 1980 г.

Среднесуточная ее биомасса в культиваторах составляла 454,0-511,0 г/м³. В первые дни стационарной фазы биомасса моины достигала наиболее высоких показателей — 475,0-485,0 г/м³ в 1980 г. и 570,0-725,0 г/м³ в 1979 г.
Неуклонное снижение биомассы в культиваторах, по мере ее изъятия, по-видимому связано не только со «старением» самой культуры, но и с накоплением в культуральной среде продуктов метаболизма и сопутствующих мелких гидробионтов. По нашим подсчетам, биомасса их в культиваторах на 8-9-й день стационарной фазы, несмотря на принятые меры предосторожности, достигала 86,0-97,0 г/м³. К сожалению, способ изъятия этих мелких кормовых организмов с целью использования для подращивания личинок рыб на первых этапах их постэмбрионального развития не разработан.
Очевидно, для более рационального использования культиваторов необходимо изменить схему культивирования. Вместо проводимых ежедневных съемов части биомассы из всех культиваторов в период стационарной фазы предлагается доводить культуру до предельно возможной насыщенности и полностью ее отлавливать. Количество необходимых для эксплуатации культиваторов будет определяться ежедневными потребностями в живом корме.

ЛИТЕРАТУРА
Аскеров М. К. Биотехника разведения живых кормов на Куринском экспериментальном осетровом заводе. — В кн.: Материалы совещания по вопросам рыбоводства. М., 1960.
Аксенова Е. И., Алдакимова А. Я., Идрисова Н. Х. Перспективы индустриального разведения живых кормов в рыбоводстве. — В кн.: Материалы Всесоюзной научной конференции по направлению и интенсификации рыбоводства во внутренних водоемах Северного Кавказа. М., 1979.
Антипчук А. Ф., Кражан С. А., Литвинова П. А., Мущак П. А. Использование хлореллы при выращивании ветвистоусых ракообразных (Daphnia magna) в замкнутых системах. — Рыбное хозяйство, 1979, №28.
Баранова В. П., Галкина З. И., Сахаров A. M. Испытание белково-витаминных концентратов в качестве корма для личинок карпа, кн.: Выращивание молоди рыб на теплых водах. Л., 1979.
Богатова И. Б., Тагирова Н. А., Овинникова В. В. Руководство по мышленному культивированию в садках планктонных животных кормления личинок и молоди рыб. — М., 1975.
Богатова И. Б. Питание и пищевые взаимоотношения массовых форм прудового зоопланктона. — Вопросы прудового рыбоводства. 1971 т. ХУII.
Гаевская Н. С. 0 методах выращивания живого корма для рыб. Труды Моск.техн.ин-та рыб.пром. и хоз-ва, 1941, вып. 3.
Горбатенький Г. Г., Коварский В. А., Бодрова Э. П. О питательности кормового препарата глютен кукурузный сухой. — Изв. АН МССР, Сер. биол.и хим.наук, 1979, № 5.
Дементьев М. С. Применение сухих кормосмесей для кормления личин рыб. — Материалы Всесоюзной научной конференции по направлению и интенсификации рыбоводства во внутренних водоемах Северного Кавказа. М., 1979.
Кражан С. А., Антипчук А. Ф., Литвинова Т. Г. Опыт культивирования Daphnia magna Straus на комбикорме и гидролизных дрожжах. Рыбное хозяйство, 1979, № 29.
Крючкова Н. М., Кондратюк В. Г. Зависимость фильтрационного питания от температуры у некоторых представителей отряда витвистоусых ракообразных. ДАН БССР, 1966, 10, 2.
Лебедева Л. А. Рост, размножение и продукция кдадоцер водохранилища: Автореф. Дис…. канд.биол.наук. — М., 1968.
Пименова М. Н., Максимова Н. И., Балицкая P. M. Некоторые данные по составу сопутствующей микрофлоры при массовом культивировании водорослей в открытых бассейнах. — Микробиология, 1962, том 31, вып.2.

© 1983. Авторские права на статью принадлежат А.И.Набережному, С.Г.Ирмашевой (Ин-т зоологии и физиологии АН МССР)
Использование и копирование статьи разрешается с указанием автора и ссылкой на первоисточник HERALD HYDROBIOLOGY

Реклама

Декабрь 11, 2009 Posted by | Moina, organisms cultivation, Rotatoria | , , , , , , , , , , , , , , , | Оставьте комментарий

Промышленное культивирование водных организмов

Современное состояние и перспективы промышленного культивирования водных организмов

Важность проблемы искусственного воспроизводства различных видов растений и животных с каждый годом все более возрастает. Это вполне объяснимо с точки зрения современных подходов к охране и рациональному использованию природных ресурсов. До сих пор oбщебиологическому значению скорости роста и биологической продуктивности вида уделяли недостаточно внимания. Между тем, эти показатели имеют огромное значение для эволюционного процветания вида и его характеристики. У высокопродуктивных видов растений и животных при естественном отборе всегда были определенные преимущества, и не случайно они широко использовались в хозяйственной деятельности человека. Предпосылкой выбора определенных видов микроводорослей и водных беспозвоночных явились высокие показатели удельной продукции, темпов роста и размножения.
Возможность выращивания одноклеточных зеленых водорослей доказана давно, однако широкое производство их начали лишь 16 лет назад. По последним данным (Дилов, 1980) объем производства только хлореллы составляет к настоящему времени более 5000 тонн с массы в год. Как показывают лабораторные эксперименты, суточный урожай отдельных штаммов при непрерывном освещении может достигать 100-125 г. сухого вещества/м2/сутки (Терсков, Гительзон, Лисовский, 1964; Белянин, Тренкеншу, 1977). В практических же условиях средняя урожайность хлореллы колеблется от 6,8 в Ленинградской области (Верзилин, Михайлов, 1977) до 25-30 г/м2/сутки в Японии (Takeсhi, 1971), а максимальная урожайность при oткрытом культивировании достигает 50-53 г/м2 (Heusller et al., 1978). Теоретически в пересчете на гектар средний урожай хлореллы за вегетационный период (210 дней) может доходить до 52 тонн сухой массы (среднесуточный — 25 г/м2), хотя общеизвестно, что с увеличением объема производственных установок истинная величина урожая из-за трудностей создания оптимального режима культивирования существенно снижается (Арутюнян, 1966). Несмотря на это, применение микроводорослей, благодаря их ценному биохимическому составу, кормовым и другим достоинствам, быстро растет. В настоящее время зеленые микроводоросли изучают в двух основных аспектах.
Исследуют возможность массового культивирования хлореллы как источника ценных химических соединений. Биохимический состав хлореллы и других зеленых микроводорослей изучен достаточно полно. M. J. Geoghegan (1954), А. С. Ушаков (1967), М. Я. Сальникова (1977) и многие другие установили общий биохимический состав клеток, содержание в них хлорофилл — каротиноидных комплексов, аминокислот и других физиологически ценных соединений. Вместе с тем, использование различных питательных сред, как показали H. A. Spоher, H. W. Milner (1956), существенно изменяет химический состав клеток. В этом плане опыты проводятся, в основном, в Японии, Израиле, а также в некоторых других странах (Сальникова, 1965, 1967; Селяметов,1977; Robinzon Iuzman-Juarez, 1978; Lipstein еt al., 1979). Однако проблема использования хлореллы, в первую очередь как источника полноценного белка, по ряду экономических и других причин еще довольно далека от решения. В широком плане ведутся исследования по выявлению вторичных продуктов, вырабатываемых микроводорослями в незначительном количестве. Они играют большую роль в медицине как средства, используемые при лечении желудочных и поверхностных язв и других болезней (Сальникова, 1977, Richmond, Vonshak, 1978). Значительное развитие получило изучение биостимуляционных свойств суспензий, водных экстрактов и сырой пасты хлореллы, а также других микроводорослей, (Nakamura, 1964; Муэафаров, Таубаев, Гранитова, 1969; Томмэ, 1970; Селяматов, Маматкулов, Аленов, 1977; Шапошникова, Чистякова, Гук, 1977). Сейчас доказано, что суспензия и сырая паста хлореллы при добавлении к рационам сельскохозяйственных животных и птиц повышают их продуктивность до З0%.
Альголизация почвы путем внесения в нее суспензии водорослей, а также предпосевное замачивание в последней семян хлопчатника резко увеличивают число микроорганизмов в почве, содержание органических веществ (на 40-60%) и минеральных форм азота (на 50-70%). При этом возрастает коэффициент использования хлопчатником азотных удобрений и повышается урожай культуры (на 4-8 ц/га) (Музафаров, Таубаев, Джуманиязов, 1977, 1980; Джуманиязов, 1980; Аллаберганов, Джуманиязов, Аллаберганов, 1980). Показано также, что использование фугата суспензии хлореллы при гидропонном выращивании редиса, салата и лука на перо увеличивает урожай на 38-80% (Милов, Анисимов, 1977).
Во втором аспекте большое внимание уделяется хлорелле и сценедесмусу, а также комплексу зеленых, синезеленых и других водорослей как активных деструкторов и утилизаторов химических соединений, содержащихся в сточных водах различного происхождения. Исследования в этом направлении ведутся в Болгарии (Бендерлиев, Дилов, 1980), СССР (Доливо-Добровольский, Терешина, Уделис, 1977; Кравец, 1977; Музафаров, Васигов, 1977; Сальникова, 1977; Эргашев, 1980) и некоторых других странах. Оно считается очень перспективным (в Израиле составляет основу «протеиновой» политики, так как наряду с очисткой сточных вод производится высококачественный водорослевый белок, который после определенной обработки может быть использован в качестве корма для сельскохозяйственных животных и птиц.
С переходом на промышленное выращивание микроводорослей были сконструированы и построены соответствующие производственные установки. В настоящее время они имеются более чем в 17 странах мира. Только в республиках вашей страны нужды животноводства растениеводства удовлетворяют более 1000 установок. Основные типы описаны в обзорных работах В. В. Пиневич и Н. Н. Верзилина (1963), Н. П. Арутюняна (1966), М. Я. Сальниковой (1977) и др. Действующие промышленные установки открытого типа бывают, в основном, горизонтальные циркулирующего типа (круглые бассейны различной глубины, лотковые и другие) и наклонные с гравитационным перемешиванием суспензии (типа «Шетлик»). В условиях Узбекистана наиболее приемлемыми оказались лотковые, а по мнению болгарских ученых (Дилов, 1974, 1980), перспективны наклонные, так как здесь возможна автоматизация всех процессов.
В большинстве установок применяется отъемно-доливной способ культивирования: периодически используемая часть суспензии эквивалентно восполняется свежей средой. Однако неоднократное повторение этой операции приводит к резкому снижению продуктивности водорослей из-за возникающего дисбаланса питательных солей в среде накопления метаболитов, десинхронизации культуры и т. д. Устранить эти явления, как показывают исследования, можно, применяя так называемые сбалансированные питательные среды (Упитис, Ноллендорф, Пакалне, 1980), а также батарейный способ разведения (Музафаров, Таубаев, Мухамедканов, 1977). Разработана также технология многократного использования питательной среды (Георгиев, Дилов, Аврамова, 1978), однако имеющиеся данные по накоплению в культуральной жидкости метаболитов водорослей и их влиянию на дальнейшую продуктивность (Таутс, 1964, 1966; Пименова, Максимова, 1966; и др заставляют считать данный метод малоперспективным.
В настоящее время в производственной культуре находится несколько видов из рода Chlorella (С. vulgaris, С. ellipsoidea, С.руrenoidosa и др.). Обычно они представлены различными по физиологическим свойствам штаммами, число которых благодаря продолжающейся селекции непрерывно растет. Как правило, штаммы, выращиваемые долгое время в лабораторных условиях, продуктивнее лучших природных, однако последние значительно устойчивее к изменяющимся внешним условиям. Продуктивность некоторых лучших термофильных штаммов в лабораторных реакторах при оптимуме всех параметров культивирования достигает 852-1160 млн.кл./мл, или 6,6-7,3 мг/сухого веса/мл (Владимирова, Игнатьевская, Райков, 1966), однако при производственном выращивании ее средний уровень на порядок ниже. При промышленном культивировании чаще используют штаммы местной селекции, менее продуктивные, но более приспособленные к природно-климатическим условиям и химическому составу вод. В Узбекистане это местный штамм хлореллы УА-1-2Б (Якубов, Садыкова, Раджапова 1977), в Болгарии — 8/1 и другие (Дилов, 1974). Посевной материал этих штаммов обычно содержится в альгологически чистой культуре непосредственно при производственных цехах или в лабораториях научно-исследовательских учреждений, откуда он по мере надобности переводится на режим накопительной культуры.
В Молдавии высокой стабильной продуктивности достигает форма 94 (до 179 млн. кл /мл и до 0,9 г/л сухого вещества), выделенная из местных водоемов и отселекционированная в лабораторных условиях.
Одноклеточные водоросли усваивают СО2 как в свободном виде, так и в форме карбонатных ионов. Углекислоту могут использовать все штаммы хлореллы, а НСО3 — только заранее приспособившиеся к среде, содержащей эти ионы (Felfoldy, 1962). Как правило, в большинстве технологий производственного и лабораторного культивирования источником углерода служит углекислый газ. Газообразную углекислоту вводят в суспензию обычно в смеси с воздухом. В интенсивных культурах о плотностью 100-150 млн. кл /мл углекислотное насыщение фотосинтеза происходит при 0,2%-ной концентрации СО2 в газовой смеси, а с 4-5 млрд.кл/мл — при 4,5-5,5%-ной (Мелешко,. Красотченко, 1965). Во время массового культивирования хлореллы в установках под открытым небом высокая продуктивность наблюдается при подаче СО2 от 0,05 до 0,1 л/мин./м² (Пиневич, Верзилин, 1963; Красножен, Антонюк, Терсков, 1967). Вместе с тем, утилизация углекислоты при открытом культивировании низка (8-15%), а расходы на нее составляют около 20% всех затрат (Nakamura, 1964). Для повышения эффективности использования углекислоты ее растворяют под давлением в специальных полугерметических танках. Используют также сатураторы и газовые обменители, позволяющие повысить усвоение С02 до 30-35% (Дилов, 1980). В настоящее время изыскиваются другие более дешевые источники углерода. В частности J. Takechi (1971) успешно применяет уксусную кислоту, И. А. Авилов (1963) и другие рекомендуют глюкозу и фруктозу, однако последняя, на наш взгляд, экономически не выгодна. Вопрос о применении углерода в форме карбонатов при промышленном выращивании до настоящего времени является спорным. По некоторым данным хлорелла лучше поглощает СО2 в недиссоцированном состоянии, т.к. ее оболочка малопроницаема для ионов
НСО3 и СО3. Л. А. Минеева (1962) считает, что для хлореллы характерно одинаково хорошее усвоение как H2СО3, так и НСО3. Д. Георгиев, X. Дилов, С. Аврамова (1978) отмечают, что введение в питательные среды гидрокарбоната натрия позволяет не только улучшить условия углеродного питания водорослей, но и придает среде значительную буферность. Установлено, что при его использования факторами, лимитирующими рост плотности культуры, являются энергетический баланс фотосинтеза и константа равновесия карбонатной системы (Кожухарь, Борш, 1971), а степень влияния карбонатной системы на рост плотности культуры водорослей сопряжена с характеристикой их штаммов. Несмотря на это, использование гидрокарбоната натрия в связи с его доступностью является перспективным, особенно если штаммы микроводорослей заранее адаптированы к такому источнику углерода.
Достаточно полно исследованы и другие технологические аспекты культивирования, в частности влияние на продуктивность микроводорослей температуры и освещения. Выявлено, что температура обусловливает сезонную периодичность интенсивности фотосинтеза развития хлореллы (Бердыкулов, 1972; Маслов, Михайлов, Верзилин, 1980). С увеличением ее до определенного уровня растут суточный коэффициент размножения и прирост биомассы, увеличивается степень синхронизации, но уменьшаются размер и сухой вес клеток (Далецкая и Чулановская, 1964). Доказано также, что диапазон оптимальных температур довольно широк, а продуктивность водорослей в его пределах не изменяется более чем на 10% (Батов, 1967). В последних работах (Маслов, Михайлов., Верзилин, 1980) показано, что при открытом культивировании в условиях естественного освещения температура питательной среды является главным фактором, определяющим продуктивность микроводорослей. Значительное влияние на этот показатель оказывает ночной температурный режим суспензии водорослей в культиваторах (Дилов, 1974; Johnston, 1976).
Много исследований посвящено световому режиму культивирования, а также возможностям изменения общей продуктивности водорослей с помощью осветителей, обладающих различным спектральным составом излучения, концентраторов света, светоимпульсной стимуляции и др. (Белянин, Терсков, 1966; Белянин, Сидько, Ерошин, 1967; Умаров, Таубаев, Садыков, 1969; Музафаров, 1974; Татарченков, Жильцова, 1975; Бердыкулов, Садыков, 1976; Терсков, Тренкеншу, Сидько и др., 1976; Брандт, Киселева, 1979). В частности, показано, что с увеличением интенсивности освещения продуктивность культур увеличивается, несмотря на снижение эффективности использования поглощенной энергии (Белянин, Сидько, Ерошин, 1967). Для сокращения продолжительности световой стадии на 6,5-7 ч предложен режим переменного светового облучения (Брандт, Киселева, 1979). Исследованы различные типы осветителей, из которых рекомендованы ЛД-40-4, ЛК-40 (Татарченков, Жильцова, 1975) и другие. Было установлено, что светоимпульсная стимуляция клеток хлореллы в культурах повышает их продуктивность на 9-42% (Умаров, Таубаев, Садыков, 1969; Бердыкулов, Садыков, Аскаров, 1973), а эффективность использования физиологически активной радиации по сравнении с непрерывным облучением — в 1,3-4 раза (Терсков, Тренкеншу, Сидько, 1976).
Таким образом, для успешного решения вопроса о широком промышленном выращивании зеленых микроводорослей следует продолжать изучение как физиологических особенностей их штаммов и форм, так и различных технологических параметров самого процесса культивирования. Вместе с тем, выявленные к настоящему времени закономерности роста и развития, а также эффективные способы повышения продуктивноcти водорослей позволяют уже на данном этапе культивировать микроводоросли, в первую очередь хлореллу и сцендесмус, в значительно больших масштабах.
Наряду с изучением возможностей промышленного культивирования автотрофных микроводорослей большое внимание уделяется изысканию путей получения высоких биомасс некоторых гетеротрофных беспозвоночных организмов. Это продиктовано настоятельной необходимостью разработки технологических приемов бесперебойного обеспечения личинок рыб качественными «стартовыми» кормами в условиях индустриального ведения рыбного хозяйства. Среди других групп гетеротрофных гидробионтов, уже давно нашедших применение в качестве корма для рыб, в промышленном рыбоводстве важная роль принадлежит свободноживущим инфузориям. Процесс их искусственного культивирования тесно связан с самыми первыми исследованиями в области протозоологии (Stein, 1859, 1867; Kent, 1880; и др.). В конце прошлого и начале текущего столетия возрос интерес к изучению морфологических и физиологических особенностей и ряд работ был посвящен аксеническому и поликсеническому культивированию инфузорий, главным образом туфельки (Jennings, 1897; Woodruff, 1905, 1911; 1912; Fine, 1912; и др.). Особое внимание уделяли подбору питательного субстрата, а также выявлению степени влияния различных факторов среды (температуры, активной реакции, газового режима, концентрации пищи и др.) на устойчивость культур и последовательность изменения видового состава в поликультурах. Наиболее выдающихся результатов в длительном сохранении культур добился L.L.Woodruff (1912). В качестве наиболее эффективных культуральных сред он использовал сено тимофеевки (Рhleum pratense), а также смеси других трав. Оказалось, что численность простейших поддерживалась на наиболее высоком уровне в неваренном настое сена тимофеевки. По мнению этого автора последовательность смены видов простейших в культурах определяется их биологией: жизнеспособностью, способностью к размножению, количеством продуктов метаболизма, питательных веществ и др. При этом он показал, что конъюгация и инцистирование способствуют преодолению резких изменений в среде обитания. В дальнейшем M.S. Fine (1912), С. Н. Скадовский (1915), Bodine (1921), В. П. Столяров (1927), H.S. Pruthi (1927) и другие значительно дополнили исследования L.L Woodruff и путем химических анализов показали, что одним из существенных факторов, определяющих состояние культур, является концентрация водородных ионов в среде, причем простейшие по сравнению с бактериями оказывают на этот показатель меньшее влияние. S. Eddi (1928) использовал для выращивания простейших настои сена различных трав, листьев вяза, водоросли рода кладофора, добавляя в некоторые почву. Наблюдая за сменой видов в культуре в течение 18 недель, он выявил два основных этапа. В первом наиболее бурно развиваются саркодовые и монады, а во втором — равноресничные инфузории, главным образом из родов Colpidium и Glaucoma. Было установлено, что Paramecium caudatum и P. bursaria никогда не встречаются в культурах старше 12 недель. S. Eddi показал, что активная реакция среды оказывает влияние на состояние культур простейших через газовый режим и в первую очередь через содержание в воде углекислоты. I. Lepşi (1948) обнаружил, что основными факторами, лимитирующими рост культуры, являются питательный субстрат, количество и возраст цист в первоначальном материале.
Во время культивирования простейших большое внимание уделяли изучению трофических условий, а также качественному составу их пищи и интенсивности питания.
Высокой численности инфузории достигали при выращивании на мясном экстракте с концентрацией 0,025%, сухом молоке, разведенном ключевой водой до концентрации 0,062% (Jennings, LAshley, 1914; Tartar, 1950), настое зерна некоторых злаковых культур; (Zingher, 1933; Moravcova, 1962), различных бактериальных и дрожжевых средах (Hargitt, Fray, 1917; Phelps, 1934; Kidder, Stuart 1938; Grittner, 1951; Johnson, 1953; 1956; Мuсibabic, 1955; Curds, Cockburn, 1968; Salt, 1969; Goldman, van Wagtendonk, 1970; и др.), пищевых субстратах, состоящих из автотрофных и гетеротрофных одноклеточных организмов (Hetherington, 1932; Gray,1951; Brook, 1952; Grell, 1956; Gellert, Tamasch, 1958; Burbanсk, Eissen, 1960; и др.). В результате было четко установлено, что для успешного культивирования мирных видов свободноживущих инфузорий в качестве пищевых компонентов лучше всего использовать бактерии Bacillus subtilis и Bacillus podigiosus и дрожки Sacharomices exiquus. В то же время, как показали исследования М. М. Исаковой-Кео (1946), Э. Д. Мордухай-Болтовской и Ю. И. Сорокина (1965) и некоторых других, даже такие общеизвестные бактериофаги, как обыкновенная пресноводная туфелька, при определенных условиях переходят на питание жгутиковыми, протококковыми, а в отдельных случаях и диатомовыми водорослями.
Однако все перечисленные выше исследования возможностей длительного культивирования отдельных видов простейших не выходили за пределы обычных лабораторных рамок, хотя их результаты служили прочной основой для подготовки более массового выращивания. Последнее имеет большое практическое значение в связи с развитием индустриальных методов ведения рыбного хозяйства, использованием свободноживущих инфузорий для очистки промышленно-бытовых сточных вод и т.д.
Один из путей получения высоких биомасс простейших — использование так называемого метода непропорционально-проточного культивирования парамеции, предложенного В. В. Коковой и Г. М. Лисовским (1976). Эта методика оригинальна, сравнительно проста и высокоэффективна. Определенный интерес представляют работы Г. С. Корниенко (1970, 1973), в которых автор с целью повышения естественной кормовой базы мальковых прудов предпринял удачную попытку культивирования инфузорий в различных емкостях (аквариумы, ванны, погруженные в воду полиэтиленовые мешки и др.). Вместе с тем и указанные методы пригодны лишь для обычного ведения рыбного хозяйства. Развитие индустриального рыбоводства на базе термальных вод водоемов-охладителей тепловых электростанций с целью получения ранних личинок промыслово-ценных видов рыб, применение современной биотехники искусственного воспроизводства рыб требуют создания современных установок и разработки эффективных методов достижения высокой плотности и продуктивности простейших в культиваторах независимо от погодных и климатических условий.
Исследования по культивированию ветвистоусых ракообразных и коловраток получили особое развитие в последние 15-20 лет. Они вызваны возросшими потребностями рыбоводства в живых кормах, необходимых для подращивания личинок промыслово-ценных видов рыб в первые 12-15 дней постэмбрионального развития. Большой вклад в изучение биологических особенностей наиболее перспективных для культивирования ветвистоусых и коловраток, а также разработки методов их разведения внесли Г. И. Шпет (1950), Й. Б. Богатова (1951, 1963,1973), М. К. Аскеров (1954, 1965), М. М. Брискина, Л. Г. Журавлев (1958), Г. Л. Васильева, Г. Л. Окунева (1961), Г. А. Галковская (19бЗ),Л. П. Максимова (1968, 1969), С. А. Кражан и др. (1970), В. В. Овинникова (1970), Н. А. Тагирова (1973), И. Б. Богатова, Н. А. Тагирова, В. В. Овинникова (1975), А. Ф. Антипчук, С. А. Кражан, П. А. Литвинова, П. А. Мущак (1979) и др.
В настоящее время, в результате проведенных многолетних исследований, для массового культивирования из ветвистоусых рачков рекомендованы Daphnia magna, Moina rectirostris, Moina macrocopа, Ceriodaphnia affinis, C. reticulata и Chydorus sphaericus, из коловраток Brachionus calyciflorus и B. rubens. Все эти виды характеризуются коротким жизненным циклом, быстрым темпом роста, прихотливостью к условиям обитания и высокой кормовой ценностью.
Как известно, одним из существенных требований, предъявленных к объектам промышленного культивирования, является высокая плодовитость. Чем она выше, тем быстрее прирост продукции культивируемого организма. Среди вышеназванных ракообразных этому требованию не отвечают виды родов Ceriodaphnia и Chydorus. У первых плодовитость обычно 8-10, у вторых — 2 яйца. Поэтому несмоnря на некоторые положительные качества этих рачков они вряд ли найдут широкое применение в практике промышленного культивирования. Кроме всего, кормовая ценность хидоруса для ранних стадий личинок рыб снижается из-за плотной раковины. У Daphnia magna указанный показатель высок и она хорошо поддается культивированию. В отдельных случаях суточная продукция достигает 600 г/м3. Этот вид успешно применяют для подращивания молоди осетровых и лососевых pыб (Аскеров, 1954; 1965; Брискина, 1958; Кязимов, 1970). Дафнию успешно культивируют в промышленных условиях (Богатова, Аскеров, 1958; Козлова, 1970). Однако для скармливания личинкам карпа и растительноядных рыб её можно использовать не раньше, чем личинки достигнут 7-8-дневного возраста.
Среди большого разнообразия предложенных методов культивирования коловраток и ракообразных выделяются два принципиально раличных: совместное выращивание коловраток и ракообразных с объектами питания и раздельное их выращивание. Первый основывается на создании в культиваторах условий, близких к естественным. Этот прием, по-видимому, из-за сложности управления всей экосистемой, складывающейся в культиваторах, не нашел применения в практике рыбоводства. Вторым приемом предусматривается постоянное обеспечение пищевых потребностей культивируемых гидробионтов. Метод, предложенный Н. С. Гаевской (1941), получил широкое распространение и продолжает совершенствоваться в направлении интенсификации процесса культивирования беспозвоночных с целью увеличения выхода их биомассы с единицы площади (объема) культиватора.
Предназначенных для культивирования ветвистоусых рачков или коловраток содержат в различных по конструкции и объему сосудах. Для удовлетворения пищевых потребностей культивируемых гидробионтов ежедневно или 1-2 раза в пятидневку вносят водорослево-бактериальный корм. Из водорослей наиболее широко используются протококковые, в частности, хлорелла и сценедесмус. Из всех исследованных видов стимуляторов роста бактериофлоры в культиваторах наиболее перспективными оказались кормовые (гидролизные дрожжи), впервые предложенные М. М. Брискиной (1956). К сожалению, рекомендации относительно того, в каком виде их следует вносить в культиваторы, а также сведения об оптимальных дозировках до настоящего времени отсутствуют. В одних случаях дрожки вносят в количестве 10-20 г/м3 при зарядке культиваторов и 8-10 г/м3 каждые 5 дней (Богатова, Тагирова, Овинникова, 1975). Высокие дозировки (до 60-100 г/м³) предлагают А. Ф. Антипчук, С. А. Кражан, Т. Г. Литвинова (1981). При культивировании коловратки Bracnionus bennini дрожжи вносили до 700 г/м³ (Аскеров, 1968). Однако эффективность применения повышенных концентраций дрожжей остается низкой. Например, при расходе 19-45 мг/л продукция моины за 15 дней опыта колебалась от 20 до 32 г/м3 (Максимова, Волхонская, Есипова, 1978). Использование таких нормативов в промышленных условиях, несомненно, нерентабельно. В экспериментальных условиях введение дрожжей позволило доводить суточный прирост Moina mасгосора до 150, Braсhionus calyclflorus — до 75 и Braсhionus rubens — до 35 г/м3 (Васильева, 1968; Овинникова, 1970; Богатова, 1977; Кражан, Завьялова, 1978).
Включение в рацион культивируемых гидробионтов протококковых водорослей, в частности, хлореллы, существенно влияет на прирост их биомассы. Однако и в данном случае нормативов внесения протококовых водорослей в культиваторы нет. Наиболее широко применяют концентрацию хлореллы 1-4 млн.кл/мл. M. K. Acкеровым (1968) при культивировании Braсhionus bennini численность протококковых в бассейнах поддерживалась на уровне 30 млн.кл/мл, тем не менее полученная величина биомассы коловратки — 55 г/м3 — не выходит за пределы таковых при более низких концентрациях водорослей.
Успех культивирования беспозвоночных зависит от конструкции культиватора, температурных условий, величины окисляемости культуральвой среды, показателя активной реакции среды, чистоты и плотности маточной культуры перед внесением ее в культиватор, продолжительности культивирования, величин суточного съема продукции их культиваторов и др. Температуру культуральной среды, например, применительно к М. macroсopa и Вг. гubеns, рекомендуется поддерживать на уровне 24-25°С, рН — 6,8-7,8, окисляемость 14,86-26,2 мг О2/л. Естественно, чем выше численность и чище маточная культура, тем интенсивнее прирост ее биомассы и тем быстрее она достигает стационарной фазы. Сроки пользования культурой варьируют в больших пределах в зависимости от поставленной задачи.
И. Б. Богатова, Н. А. Тагирова, В. В. Овинникова (1975) разработали биотехнику культивирования ветвистоусых рачков в садках из полиэтилена и капронового сита, устанавливаемых непосредственно в водоеме. Полиэтиленовые садки рекомендуются для культивирования самых мелких форм и сохранения небольшого количества маточного стада всех культивируемых животных, они могут быть любой формы и размера, но высотой не более 1,5-1,7 м. Подкормка культуры дрожжами или другим кормом обязательна.
Садки из капронового сита отличаются от полиэтиленовых тем, что вода, а вместе с ней и кормовые организмы, в них поступают самотеком и происходит обогащение кислородом и питательными веществами. Отлов в садке производят через верхнее отверстие или при съеме садка через горловину. Во время испытания садков данной конструкции была получена суточная продукция D. magna до 600 а С. reticulata — ДО 50 г/м3.
Разработаны садки закрытого типа, полностью погружаемые в водоем, однако их производительность очень низка, а процесс культивировання трудно управляем.
Большие перспективы организации хозяйств по культивированию беспозвоночных связаны с рациональным использованием для этих целей подогретых вод ТЭС и АЭС. В условиях таких хозяйств можно будет перейти на круглосуточное получение живых кормов при одновременном снижении их себестоимости. Ведутся поисковые работы в этом направлении.
Наконец, немаловажное значение имеют рекомендации по использованию зоопланктона, добываемого непосредственно из естественных водоемов в качестве корма для личинок рыб (Михеев, 1974; Солонин, Панов, 1977; Шишкин, 1980). Расчеты показывают, что стоимость 1 кг такого зоопланктона составляет примерно 50 коп., тогда как моины, выращенной в культиваторах, равна 12-13 руб. (Аксенова, Aлдакимова, Идрисова, 1979). Однако массовое развитие хищных циклопов в водоеме может принести ощутимый вред подращиванию личинок.
Если по культивированию ветвистоусых ракообразных накоплен определенный опыт, то в отношении коловраток число такого рода работ пока незначительно, несмотря на то, что эти организмы являются наиболее подходящим кормом для личинок рыб в первые дни их перехода на активное питание (Васильева, Окунева, 1961; Галковская, 1963; Васильева, 1968; Аскеров, 1972; Овинникова, Глазачева, 1972; Богатова, Тагирова, Овинникова, 1975. В основу их культивирования положены те же биотехнические приемы, что и для моины.
Известно, что коловратки на рыбзаводах нужны только в течение короткого периода времени, на самом раннем этапе развития личинок рыб. После этого они должны храниться в состоянии покоя. К сожалению, пути управления периодом однополого и двуполого размножения коловраток пока не ясны и поэтому до сих пор еще не разработана биотехника получения покоящихся стадий яиц коловраток.
Несмотря на существенные успехи в области культивирования кормовых беспозвоночных, переход от скромных лабораторных опытов к производственному их разведению затруднен. Попытки заменить живые корма искусственными комбикормами и кормосмесями (Солонин, Ванов, 1977; Баранова, Галкина, Сахаров, 1979; Дементьев, 1979; Кражан и др., 1979) пока не дали положительных результатов из-за несовершенства рецептуры.
Таким образом, из приведенного краткого анализа состояния вопроса культивирования пресноводных автотрофных и гетеротрофных гидробионтов видно, что в данном направлении получены определенные результаты, которые или уже используются, или могут быть использованы непосредственно производственными организациями. Вместе с тем, ряд аспектов затронутой проблемы требует углубленного исследования и дальнейшего разрешения.

© 1983. Авторские права на статью принадлежат Ф.П.Чорик, А.И.Набережному, И.В.Шубернецкому (Ин-т зоологии и физиологии АН МССР)
Использование и копирование статьи разрешается с указанием автора и ссылкой на первоисточник HERALD HYDROBIOLOGY

Декабрь 10, 2009 Posted by | organisms cultivation | , , , , , , , | Оставьте комментарий

Культивирование коловраток

Технологическая схема культивирования коловраток
Проблема поиска и совершенствования технологической схемы культивирования коловраток как «стартового» корма для подращивания личинок рыб, несмотря на определенные успехи, не теряет своей актуальности в связи с дальнейшим развитием рыбоводства и переходом на индустриальные методы выращивания рыбы. Подтверждением может служить тот факт, что попытка использовать имеющиеся разработки по культивированию коловраток в производственных масштабах оказались малоэффективными. Не дали положительных результатов работа по замене живых кормов кормоcмесями (Баранова и др., 1979; Дементьев, 1979; Кражан и др., 1979). Рискован предложенный метод отлова зоопланктона для кормления личинок рыб непосредственно из водоемов, так как он не может обеспечить необходимого и стабильного количества коловраток. Поэтому искусственное культивирование беспозвоночных, в частности коловраток, остается наиболее надежным и перспективным, особенно в условиях раннего получения личинок.
Проведенные нами исследования были направлены на совершенствование технологической схемы культивирования коловратки Brachionus rubens — одного из наиболее перспективных для этих целей видов. Предусматривался поиск новых субстратов и кормовых смесей с целью повышения трофической обеспеченности и оптимизации технологической схемы культивирования брахионуса. Этот вид характеризуется высокой устойчивостью к дефициту содержания кислорода в воде и органическому ее загрязнению; вынослив к большим колебаниям температуры (оптимум ее лежит в пределах 25-28°С); обладает высокой скоростью воспроизводства; активный фильтратор, питается бактериями и мелким фитопланктоном.
Поиск новых субстратов и кормовых смесей. Одним из ведущихх факторов, определяющих успех культивирования коловраток, является родная обеспеченность их трофических потребностей бактериофлорой и микроводорослями в сочетании с другими благоприятными условиям среды обитания.
До последнего времени для стимуляции развития бактериофлоры в культуральной среде широко используются кормовые (гидролизные) дрожжи. Однако, как показывает опыт, применение только их малоэффективно и нерентабельно. Нами была проверена эффективность использования кормовых дрожжей, обогащенных 6% лизином, глютена кукурузного сухого, сухих каратиновых дрожжей, кукурузного экстракта и хлорреллы. Все они, за исключением хлореллы, являются хорошими стимуляторами развития бактериофлоры в культуральной среде (Набережный, Ирмашева, 1983).
Вопрос добавок хлореллы и других видов протококковых водорослей в рацион культивируемых видов коловраток и низших ракообразных не новый. Известно, что еще Н. С. Гаевская (1941) на примере дафний убедительно показала эффективность протококковых водорослей в качестве добавок к бактериально-дрожжевой смеси. Это подтвердилось и исследованиями последних лет на других видах беспозвоночных. Тем не менее нормативы оптимальной концентрации хлореллы в культуральной среде на различных этапах культивирования того или иного вида беспозвоночного отсутствуют. Произвольное же применение повышенных концентраций хлореллы может привести к перенасыщению культуральной среды кислородом и гибели культуры беспозвоночного под влиянием токсичности продуктов ее жизнедеятельности.
Интерес представляло выяснение действия каждого из предложенных нами стимуляторов на рост микрофлоры в культуральной среде. Количественный ее учет вели в водных эмульсиях до внесения их в культиваторы, а такие непосредственно в культуральной среде в период культивирования брахионуса.
Было установлено, что в водных эмульсиях, приготовленных из гидролизных дрожжей (10-12 мг/л), общее число бактерий через 24-26 часов составляло в среднем 0,6 млн.кл./мл. Не менее эффективными стимуляторами оказались кукурузный экстракт и каратиноидные дрожжи, несмотря на то, что их дозировки были в два раза ниже. Например, в водных эмульсиях кукурузного экстракта (5 мг/л) численность бактерий достигала 0,5, а каратиноидных дрожжей (5 мг/л) —
0,4 млн.кл./мл. Внесение их в культуральную среду позволяло поддерживать трофическую обеспеченность культивируемого брахионуса на достаточно высоком уровне.
В течение проведения опыта (11 дней) численность бактерий в культиваторах колебалась от 116,8 до 223,7 млн.кл./мл. Исходя из полученных результатов мы пришли к выводу о том, что для стимуляции роста бактерии при культивировании брахионуса и других видов коловраток наиболее рационально использовать кормовые смеси из кормовых (гидролизных) дрожжей, обогащенных 6% лизином (10 мг/л), кукурузного экстракта (5 мг/л), каратиноидных дрожжей (5 мг/л) и хлореллы (1,5 — 2,0 млн.кл./мл). Каждый компонент необходимо замачивать за 20-24 часа до внесения в культиваторы. Хлореллу следует вносить ежедневно в свежем виде.
Получение маточных культур. Для получения культуры брахионуса использовали высушенные покоящиеся яйца, заготовленные заблаговременно. Как показал опыт, после высушивания при темперамтype 35-40°С они сохраняют свою жизнеспособность по крайней мере 4 года. Исходную культуру брахионуса можно получать внесением небольшого количества покоящихся яиц (3-5 мг) в стаканы с водой объемом 50 мл, которые содержат при температуре 24-26°С. Период развития яиц примерно 3-4 дня. За день до выклева молоди, для обеспечения ее пищевых потребностей, в стаканы вносили культуру хлореллы из расчета 2,0-2,5 млн.кл./мл. После появления молодь рассаживали первоначально в небольшие сосуды (100-150 мл) и по мере роста численности культуры в зависимости от потребностей цеха переносили в более крупные емкости. Исходный материал для приготовления маточной культуры можно отловить также в естественных водоемах.
Для получения маточных культур наиболее рационально использовать воду из естественного водоема. Для освобождения воды oт простейших, мелких видов коловраток и их яиц, которые проходят через самую густую ткань, целесообразно предварительно ее подогреть до 55-60°С и охладить до необходимого уровня. Это дает возможность сохранить маточные культуры в относительно чистой среде не менее 5-7 суток, т.е. периода, когда она должна достичь предельной концентрации. Естественно, чем выше начальная плотность коловраток при подготовке маточной культуры, тем короче период ее созревания, что позволяет готовить маточные культуры в предельно сжатые сроки. Концентрация брахионуса к концу созревания маточной культуры должна составить не менее 120-130 экз./мл. Растянутый период получения маточных культур приводит к неизбежному засорению мелкими простейшими (циклидиум, еуплотес и стилонихия) и коловратками (хабротроха, лепаделла, лекане), обостряющими пищевую концентрацию и загрязняющими культуральную среду продуктами метаболизма. Все это результируется в угнетении маточной культуры основного объекта, снижении интенсивности его воспроизводства, появлении самцов, амиктических самок, а в итоге — в потере культуры.
В процессе подготовки маточных культур, в целях равномерной обеспеченности пищевых потребностей культивируемого брахионуса, их суточную норму корма мы вносили в культиваторы в четыре приема с 6 до 23 часов.
Культуральную среду в культиваторах в течение суток следует аэрировать каждые 2,5-3,0 часа по 12-15 минут, что устраняет возможное понижение содержания кислорода, а также способствует частичной минерализации продуктов метаболизма.
Режим температуры и кормления. Одним из первостепенных требований, предъявляемых к успешному культивированию брахионуса, является температура. В имеющихся руководствах по культивированию коловраток оптимальной температурой для их выращивания принята 24-26°С. Учитывая высокую толерантность Brachionus rubens к этому показателю, в своей работе мы использовали температуру не нике 26,0-26,5°С, но не выше 28,0°С. Эти пределы, как подтвердили многочисленные работы, результаты которых были проверены на опытно — производственных установках, оказались оптимальными. Естественно, что более интенсивный рост биомассы брахионуса с повышением температуры в культиваторах на 1,5-2,0°С потребовал некоторых корректив в режиме кормления. К сожалению, этому важному элементу биотехники культивирования до последнего времени не уделено должного внимания. Показательным в этом отношении являются приведенные в литературе примеры (внесение питательных сред в культиваторы с разводимыми гидробионтами от одного раза в 4-5 дней до 12 раз в сутки).
В своих исследованиях мы практиковали кормление брахионуса в четыре приема: в 6.30-7.00, II.30-12.00, 17.30-18.00 и в 22.00-22.30. Этим достигали равномерного обеспечения трофических потребностей культивируемого объекта в течение суток, что в целом положительно отразилось на результатах культивирования. Нам представляется, что при автоматизации процесса культивирования кормление следует доводить до шести раз в сутки в интервале от 6 до
24, т.е. проводить каждые четыре часа.
Продолжительность процесса культивирования при разовой зарядке культиваторов брахионусом не должна превышать 14-16 дней, из них 5-6 дней — накопительный период, 9-10 — на ежедневные съемы продукции. Более продолжительный период содержания культуры не рационален. Она подобно маточным культурам засоряется, иногда массово, мелкими простейшими и коловратками, несмотря на самое тщательное фильтрование воды. Для частичного удаления простейших и коловраток, а также продуктов метаболизма, которые накапливаются в избытке в культуральной среде, целесообразно практиковать смену одной трети объема культиваторов свежей средой во время каждого очередного третьего съема биомассы. Зарядку культиваторов маточными культурами следует осуществлять с таким расчетом, чтобы на накопительный период затрачивался минимум времени, мы достигали этого зарядкой культиватора брахионусом из расчета нё менее 20-25 г/м³.
За двое суток до внесения маточной культуры в культиваторы заливали отстоявшуюся и процеженную через густой материал воду, что предотвращало попадание в культиваторы крупных гидробионтов. В это же время вносили кормовую смесь, которая ко дню внесения маточной культуры создавала благоприятные трофические условия. Хлореллу вводили за день до маточной культуры. Поддерживая перечисленные параметры схемы культивирование, период достижения максимального уровня развития брахионуса можно сократить до 5-6 дней. Биомассу брахионуса в культиваторах определяли расчетным путем, умножая вес одной особи, принятый за 0,002 мг, на количество особей в одном-миллилитре воды.
Описанные кормовые смеси и технологические приемы культивирования брахионуса прошли испытания в полупроизводственннх условиях. Как видно из табл.24, более высокая биомасса брахионуса (в среднем 192 г/м³) была получена при использовании всех четырех компонентов кормосмеои. При этом следует учесть, что исходная биомасса маточной культуры была ниже, чем во втором варианте. По-видимому, повышенная трофическая обеспеченность брахионуса и обусловила более интенсивный темп продуцирования, составивший в среднем 44,6% от общей биомассы. При более высокой биомассе (20 г/м³), но в отсутствии каротиноидных дрожжей, темп продуцирования брахионуса снизился в среднем за сутки до 36,6% от общей биомассы.

Таблица 24

Динамика биомассы брахионуса в различных условиях культивирования

Параметры культивирования Вариант
I II
Температура проведения опыта °C 26-28 26-28
Биомасса маточной культуры при зарядке культиваторов, г/м³ 18,0 20,0
Время накопительного периода культуры, дни 5 5
Величины биомассы брахионуса в культиваторах в дни ее съема, г/м³ 220,0 204,0
222,0 236,0
202,0 186,0
192,0 116,0
180,0 102,0
186,0 100,0
168,0
168,0
Среднесуточная биомасса, г/м³ 192,0 157,0
Среднесуточный прирост биомассы, % от общей биомассы 44,6 36,6

Примечание: Вариант 1: гидролизные дрожжи — 10, кукурузный экстрат — 5, каротиноидные дрожжи 5 мг/л, хлорелла — 1,5 млн. кл./мл. Вариант II: гидролизные дрожжи — 10, кукурузный экстрат — 20, хлорелла — 1,5-2,0 млн. кл./мл.

Неуклонное снижение биомассы в культиваторах, по мере ее изъятия, по-видимому, связано не со «старением» самой культуры, а с накоплением в культуральной среде продуктов метаболизма и сопутствующих мелких гидробионтов. По нашим подсчетам, биомасса их в культиваторах на восьмой-девятый день стационарной фазы несмотря на принятые меры предосторожности достигала 85-97 г/м³. К сожалению, способ изъятия этих мелких кормовых организмов с целью их применения для кормления личинок рыб на первых этапах их постэмбрионального развития не разработан.
По-видимому, для более рационального использования культиваторов необходимо изменить схему культивирования. Вместо ежедневных съемов части биомассы из всех культиваторов в период стационарной фазы предлагается доводить культуру до предельно возможной насыщенности и полностью ее отлавливать. Количество необходимых для эксплуатации культиваторов будет определяться ежедневными потребностями в живом корме.
© 1984. Авторские права на статью принадлежат А.И.Набережному, монография «Коловратки водоемов Молдавии» (Ин-т зоологии и физиологии АН МССР)
Использование и копирование статьи разрешается с указанием автора и ссылкой на первоисточник HERALD HYDROBIOLOGY

Июль 19, 2009 Posted by | organisms cultivation, Rotatoria | , , , , , | Оставьте комментарий